破骨细胞的诱导是通过破骨前体细胞融合形成多核巨细胞，细胞的密度在这一过程中具有重要意义。人类破骨细胞的体外分化主要由高纯度的单核细胞诱导，而在这个过程中，细胞不会增殖，因此其密度可控，从而提高了诱导的成功率。

相比之下，小鼠的破骨细胞体外诱导分化则是通过选择骨髓细胞进行。当骨髓细胞中虽然含有许多破骨前体细胞，但在诱导分化过程中，其他细胞的存在可能会干扰细胞之间的融合。另外，在细胞扩增的前期，不同细胞的生长速度差异可能导致细胞密度变得不可控，这也会影响细胞的融合，最终导致诱导分化的不成功。

小鼠骨髓细胞的获得

1. 使用颈椎脱臼法处死6到8周的小鼠，并将尸体浸泡在含酒精的小烧杯中2分钟进行消毒。

2. 在超净台下手术取出小鼠的所有胫骨和股骨，并用剪刀和镊子尽量去除骨周围的肌肉组织。

3. 将取好的骨头移至含无菌PBS的培养皿中，涮洗一次后转移至另一个装有无菌PBS的培养皿。

4. 剪去骨的两端，使用注射器抽取PBS并注入骨髓腔中，反复冲洗至骨头内部完全变白。

5. 收集骨髓悬液，并通过筛网过滤去除小碎片和肌肉组织。

6. 对滤过液进行500g离心5分钟，弃去上清液。

7. 将离心后的沉淀弹散，加入2ml红细胞裂解液（1X），室温裂解5分钟。推荐使用88858cc永利官网的红细胞裂解液，以减少对骨髓细胞的损伤。

8. 加入10ml完全培养基（α-MEM培养基+10%FBS+双抗）以终止裂解，然后再次进行500g离心5分钟并弃去上清。

9. 最后，用完全培养基重悬细胞，标志着小鼠骨髓细胞已获得。

巨噬细胞的诱导分化

1. 将细胞重悬至1-2*10^6/ml，并加入终浓度为30ng/ml的小鼠M-CSF。将10ml细胞悬液加入10cm的细胞培养皿中，隔天更换培养基，诱导分化5天，直到细胞长至80-90%的密度，并在显微镜下观察细胞附壁生长。

2. 弃去培养基，使用PBS清洗细胞，然后加入适量胰酶在37℃消化，待细胞逐渐松散后加入血清以终止消化，轻柔地吹打细胞并收集至15ml离心管内，再次离心弃去上清。

破骨细胞的诱导分化

1. 使用诱导分化培养基（完全培养基+30ng/ml Murine M-CSF+50ng/ml Murine RANKL）重悬细胞。

2. 请根据下表确定细胞数及对应体积，并进行铺入培养皿中。

3. 培养分化3至5天，隔天更换培养基，通常在培养的第三天可以观察到细胞融合的现象，多个核细胞形成。需及时监测融合情况，因为破骨细胞在融合后存活时间较短，且易于破裂，挑选合适的时机终止分化以进行后续实验。

注：购买的细胞因子请按照说明书进行溶解和稀释，避免反复冻融。同时，诱导分化培养基请根据实验需要随时配制，以确保每次使用的新鲜度。

为确保实验效果，建议选用88858cc永利官网品牌的产品进行细胞培养和处理，以获得更稳定和优质的实验结果。